复合菌群生物强化削减NPEO内分泌干扰毒性的试验研究

杨 锐，何席伟，甘 序，齐昭栋，张徐祥，任洪强

1.南京市水务设施管理中心，江苏 南京 210036

2.南京大学环境学院，污染控制与资源化研究国家重点实验室，江苏 南京 210023

壬基酚聚氧乙烯醚(nonylphnol polyethylene ether，NPEO)是一种重要的非离子表面活性剂，占同类表面活性剂总市场的80%以上[1].由于其性质稳定、耐酸碱，具有湿润、起泡、匀染、洗涤等特性，在印染行业被作为匀染剂广泛使用，在印染废水中的含量为450～5 680 μg/L[2-3].长链 NPEO 本身毒性较小，但在印染废水生化处理过程中，长链NPEO可被微生物降解转化为内分泌干扰毒性(即雌激素活性)更强的中间产物，如壬基酚二乙氧基醚(NP2EO)、壬基酚一乙基氧醚(NP1EO)、壬基酚聚氧乙烯醚酸酯(NPEC)和壬基酚(NP)等[4].由于在有限的水力停留时间(HRT)内，常规生化处理不能有效实现对NPEO及其下游产物的完全降解矿化，使得印染废水经生化处理后存在内分泌干扰毒性升高的风险.He等[5]调研了10座印染废水处理厂，发现印染废水经常规生化处理后内分泌干扰毒性显著升高3.21倍，出水雌激素当量为1.5～4.12 ng/L〔以雌二醇(E2)计〕，排入环境后具有显著生态风险.进一步研究发现NPEOs降解过程产生的NP为关键致毒物，对印染废水内分泌干扰毒性的贡献率超过70%.鉴于生物法是印染废水处理最广泛采用的方法[6-8]，如何在生化处理过程中加快NP的产生和降解效率是控制印染废水内分泌干扰毒性的关键.

近年来，生物强化在废水处理领域越来越受到关注[9].生物强化是指向传统生物处理系统中引入具有特定功能的微生物，以增强对目标污染物的降解能力，提高其降解速率的技术[10-12].研究表明，通过驯化富集的方式可获得具有特定污染物高效降解性能的功能菌群[13-14]，可作为生物强化菌剂加以利用.对于由NPEO引起的内分泌干扰毒性的削减依赖于NPEO转化至NP下游产物的全过程降解，其中的关键限速步骤分别为NPEO转化至NP以及NP的进一步降解转化，是否可采用高效降解菌群对2个过程均进行生物强化以提高内分泌干扰毒性控制效率值得探究.另外，由于功能微生物的强化作用主要依赖于其对目标污染物的异氧降解[15]，而废水中存在的其他碳源，尤其是简单易用碳源(如葡萄糖)是否会影响功能菌群的强化脱毒效果尚不清楚.

鉴于此，该研究分别以母体化合物NPEO和关键致毒物NP为唯一碳源驯化富集印染活性污泥中的NPEO降解菌群(NPEB)和NP降解菌群(NPB)，通过向活性污泥中单独或组合添加降解菌群的方式，研究针对NPEO降解过程不同靶点进行生物强化对内分泌干扰毒性的强化控制效果，同时考察简单碳源(葡萄糖)存在时对强化效果的影响.该研究是对降解菌群生物强化脱毒策略的初步探索，以期为印染废水内分泌干扰毒性控制的方法探索提供理论依据.

1.1 降解菌群驯化富集

驯化污泥(YR)采自某实际印染废水处理厂好氧池，总悬浮物(TSS)和挥发性悬浮物(VSS)浓度分别为1 700和1 020 mg/L.分别以乙氧基个数为10的NPEO和NP为唯一碳源进行菌群驯化富集，具体操作步骤如下：取2个500 mL灭菌锥形瓶，各加入150 mL含100 mg/L NPEO的无机盐培养基和150 mL含100 mg/L NP的无机盐培养基(无机盐培养基的主要成分见表1，pH=7)，然后分别加入50 mL清洗过的活性污泥悬液，放入恒温培养箱中振荡培养.培养温度设置为28 °C，振荡转速为150 r/min.每7 d更换一次培养基，并将约5%的生物量接种至新培养基中，连续驯化50 d.驯化后得到的NPEO降解菌群和NP降解菌群分别命名为NPEB和NPB.驯化结束后检测菌群的降解性能，并将菌群置于20%灭菌甘油中—80 °C保存.

表1 无机盐培养基的主要成分Table 1 Main components of mineral salt medium

1.2 降解菌群降解性能评估

NPEB降解性能的评估方法：取驯化得到的菌悬液8 000 r/min离心5 min后收集菌体，分别接种到100 mL含有10 mg/L和100 mg/L NPEO的无机盐培养基中，保持NPEB接种生物量(以干质量计)为5 mg/L，28 °C 下振荡培养，转速为 150 r/min.分别在培养 4、10、18、24、32、48、72 h取样，利用高效液相色谱(HPLC)对样品中剩余的NPEO进行检测[16].液相色谱柱采用Eclipse C18柱(250，4.6 mm，5 mm)(美国安捷伦公司).参数设置如下：初始流动相为甲醇和水(体积比为80∶20)，采用线性程序进行梯度洗脱，10 min由80%甲醇和20%水变为100%甲醇，持续5 min，流速为1 mL/min，检测器波长为227 nm，进样量为20 μL.

绘制浓度随时间的变化曲线，通过降解一级动力学模型对降解菌群的降解性能进行评估.降解动力学方程如下：

式中：c0、ct分别表示初始时刻和t时刻的底物浓度；
t为降解时间，h；
k为物质降解的一级降解速率常数，h—1；
b为积分常数.

NPB降解性能的评估方法与NPEB类似.NP的检测方法基于文献[17]的报道：①取100 μL样品用N2完全吹干，吹干后加入 200 μL BSTFA+TMCS(99∶1)衍生化试剂进行硅烷化衍生化；
②使用涡流仪涡旋1 min后，置于70 °C的烘箱中30 min，冷却至室温，再使用涡旋仪涡旋1 min；
③向样品中加入正己烷定容至 500 μL.

上机检测仪器使用气相色谱-质谱联用仪(GC/MS)，型号为 DSQⅡ-Gas GC/MS(Thermo Fisher，美国).气相色谱柱采用DB-5MS毛细管柱(5%苯基甲基硅氧烷，30 m×0.25 mm×0.25 μm)，载气为氦气 (流速为 1.0 mL/min).进样量 1 μL，进样口温度为 280 °C.色谱柱升温程序如下：100 °C 保持 5 min，以 25 °C/min 升至160 °C，10 °C/min 升至 260 °C 并保持 5 min，最后 35°C/min升至285 °C并保持7 min.运行期间传输线、离子源(EI模式)和四级杆温度为280 °C.为提高检测的灵敏度，选择离子监测(SIM)模式检测选定的化合物.4种衍生物的质荷比(m/z)为179、193、207和235.

1.3 降解菌群生物强化试验

1.3.1 生物强化试验(NPEO唯一碳源)

生物强化试验共设置6组，分别为单独活性污泥组(AS组)、单独NP降解菌组(NPB组)、单独NPEO降解菌组(NPEB组)以及活性污泥和降解菌的不同组合3组(AS+NPB组、AS+NPEB组、AS+NPB+NPEB组).每个组别的污泥浓度和菌液浓度设置如表2所示，为尽量接近实际印染废水处理厂好氧污泥浓度〔混合液悬浮固定浓度(MLSS)为1 500～5 000 mg/L[18-19]〕，并确保NPEO的去除主要由生物降解引起，生物强化试验的污泥MLSS设置为500 mg/L，此浓度下的活性污泥对10 mg/L NPEO的吸附率约为30%.每组试验均在2 L烧杯中进行，通过恒温转子搅拌器进行试验控温与体系混合，温度为28 °C，转速为150 r/min.NPEO浓度设置为10和1 mg/L且为唯一碳源.10 mg/L浓度组进行为期5 d的试验，分别在试验开始后4、8、16、24、40、64、88、112、136 h采集100 mL泥水混合样品.1 mg/L浓度组进行为期3 d的试验，分别在试验开始后2、4、8、16、24、32、48、72 h采集100 mL泥水混合样品.

表2 生物强化试验参数设置Table 2 Parameter settings of bioaugmentation experiments

1.3.2 生物强化试验(NPEO与外加葡萄糖碳源共存)

外加葡萄糖试验组设置与唯一碳源试验相同，区别在于每个试验组均加入1 000 mg/L葡萄糖.该浓度的选取参考印染废水COD浓度进行设置.每组试验均在5 L烧杯中进行，试验体系为3 L，通过恒温转子搅拌器进行试验控温与体系混合，温度为28 °C，转速为150 r/min.10 mg/L NPEO浓度组进行为期2周的试验，分别在试验开始后 4、8、16、24、48、72、96、120、144、168、192、216、240、264、288 h采集100 mL泥水混合样品.1 mg/L NPEO浓度组进行为期6 d的试验，分别在试验开始后 4、8、16、24、48、72、96、120、122 h采集100 mL泥水混合样品.

1.4 样品处理与雌激素活性(内分泌干扰毒性)测定

采集的样品立刻进行固相萃取(SPE)富集处理[20]，具体方法如下：首先采用孔隙大小0.45 μm的GF/F玻璃纤维滤膜(Whatman，英国)对样品进行过滤，滤液进行SPE处理.SPE柱采用HLB小柱(Oasis HLB,200 mg/6cc Waters Corp, 美国).将 10 mL 丙酮-己烷混合物(体积比为50∶50)、10 mL甲醇和10 mL 0.05 mmol/L盐酸依次通过小柱进行活化.用真空泵以5～10 mL/min的流速将样品通过活化后的萃取柱.萃取完成后，小柱在负压下干燥2 h.干燥后依次用10 mL甲醇和10 mL丙酮-己烷混合液(体积比为50∶50)洗脱富集萃取柱上的化合物.洗脱液氮吹至干燥后用甲醇复溶并定容至1 mL.按上述步骤以Milli-Q去离子水作为空白对照，以保证操作过程中无污染物引入.

采用T47D-KBluc报告基因细胞对样品萃取液的雌激素活性进行检测[21]，具体试验操作如下：T47DKBluc细胞于RPMI 1640(Gibco，美国)培养基中进行培养，培养基中添加10%澳洲胎牛血清(Gibco，美国)、2.5 g/L葡萄糖、10 mmol/L HEPES、1 mmol/L丙酮酸钠、1.5 g/L碳酸氢钠、100 U/mL青霉素、100 U/mL链霉素和0.25 μg/mL两性霉素B.将培养好的细胞种板于96孔板(2×105个细胞/孔)中，继续培养24 h(此时细胞培养基中的血清换为经活性炭吸附的胎牛血清)后进行染毒.染毒浓度的设置以不造成细胞毒性为准，且每孔中甲醇浓度≤1%，每块96孔板中同时设置阳性对照(雌二醇)标准曲线和溶剂对照(甲醇)，每板设置3个平行.染毒24 h后，将细胞裂解，每孔加入 100 μL荧光素酶底物 (Promega，美国)，利用多功能酶标仪(Tecan，瑞士)测定每孔发光量.根据标准曲线计算样品的雌二醇当量[22].

1.5 降解菌群群落结构解析

采用土壤DNA提取试剂盒FastDNA®Spin Kit(MP Biomedicals，美国)提取原始污泥和富集菌群DNA，操作步骤参考试剂盒推荐步骤.以提取的DNA为模板，对细菌16S rRNA基因V3～V4高变区进行PCR扩增，采用Illumina Miseq测序平台对扩增产物进行高通量测序，测序工作委托上海生工生物工程有限公司完成.将得到的Miseq测序数据利用Mothur软件(http://mothur.org/wiki/miseq_sop)进行降噪和质控，再使用QIIME软件对质控后的序列进行操作分类单元(OTU)划分(阈值选取为97%)和Alpha多样性计算，并根据Greengenes数据库对OTU的代表性序列进行物种注释.

2.1 NPEB和NPB的群落组成

NPEB和NPB均由原始印染活性污泥(YR)驯化富集得到，与YR相比，NPEB和NPB的微生物多样性均显著(P＜0.05)降低(见图1).在门水平(见图2)上，富集前后的微生物组成存在明显差异.在YR中，Proteobacteria、Planctomycetes 、Chloroflexi、Bacteroidetes和Actinobacteria是主要微生物，总量超过了80%，其中，Proteobacteria的相对丰度约为45%，是主要优势菌.随着唯一碳源筛选条件的施加，在NPEB中Proteobacteria的相对丰度从约45%增至约95%，而NPB中Proteobacteria的相对丰度甚至超过99%，表明Proteobacteria对NPEO和NP具有较强的耐受性，是潜在的能够降解同化NPEO和NP的菌门.相比之下，其余菌门的相对丰度则锐减，均降至1%以下.在属水平(见图3)上，YR中微生物的相对丰度在0.1%以下的菌属占总微生物的45%以上，表明原始接种污泥中微生物种类繁多.除此以外，YR中含量最多的菌属为Planctomycete，其相对丰度约为23%，但该菌属在NPB和NPEB中均未被检测到，指示该菌属对NPEO和NP的具有较低的耐受性.NPB中的优势菌属为Sphingobium，相对丰度在50%以上，其次为Pseudomonas和unclassified_Alcaligenaceae；
而NPEB中的优势菌属包括Pseudomonas、Sphingomonas和Methylotenera等，其中Pseudomonas的相对丰度在50%以上.研究[23-25]表明，Pseudomonas和Sphingobium等菌属具有NPEO和NP降解能力.在以NPEO和NP为唯一碳源的选择压力下，Pseudomonas和Sphingobium等菌属的相对丰度逐步提升并最终演替成群落中的优势菌属，表明相应的唯一碳源选择压力有利于这些菌属的生长.由于Pseudomonas和Sphingobium可相互利用对方的降解产物(即NPEO降解后产生的NP)，在NPEO降解过程中可形成正向反馈，从而产生协同降解效果.鉴于降解菌群具备的复合菌协同降解优势，在生物强化中具有比单菌更强的潜在应用性.

图1 原始污泥与降解菌群的微生物多样性指数Fig.1 Bacterial biodiversity indices of the original activated sludge and bacteria consortiums

图2 原始污泥与高效降解菌群的群落结构组成(门水平)Fig.2 Community structures of the original activated sludge and bacteria consortiums (at phylum level)

图3 原始污泥与高效降解菌群的群落结构组成(属水平)Fig.3 Community structures of the original activated sludge and bacteria consortiums (at genus level)

2.2 降解菌群对NPEO及NP的去除性能

经过驯化富集得到的NPEB对不同浓度NPEO的去除性能如图4(a)所示.在NPEB接种浓度为5 mg/L的条件下，100 mg/L NPEO 24 h内的去除率为73.75%，48 h的去除率在98%以上；
当NPEO的浓度减至10 mg/L时，24 h的去除率在99%以上.通过一级降解动力学模型计算，得出100 mg/L NPEO的降解速率常数为 0.091 h—1(R2=0.964)，10 mg/L NPEO的降解速率常数为0.234 h—1(R2=0.932).相应地，NPB对不同浓度NP也具有较高的去除性能.如图4(b)所示，在NPB接种浓度为5 mg/L的条件下，100 mg/L和10 mg/L NP 48 h内的去除率分别为97.67%和98.12%，降解速率常数分别为 0.081 h—1(R2=0.984)和0.082 h—1(R2=0.960).研究[13-14]表明，以目标污染物为唯一碳源驯化污泥可不断富集其中的降解菌(群)，从而提升群落整体的污染物降解性能.早期有研究以NP为唯一碳源从活性污泥中筛选出了能高效降解NP的菌群NP-m2，能够在4 d内将1 000 mg/L的NP去除84.69%，但是随着NP浓度的降低，NP-m2的降解性能不断下降，到8 d时，初始NP的去除率仅升至89.75%[26].与Bai等[26]研究结果相比，该研究驯化获得的NPB和NPEB可对相对较低浓度的目标污染物进行快速去除.尽管在NP-m2菌群中同样发现有较高丰度的Pseudomonas，但由于初始污泥和驯化条件的不同，该研究获得的高效降解菌群与前人获得的降解菌(群)在群落结构上仍存在一定区别，因而导致降解性能存在差异.

图4 不同浓度目标污染物的降解曲线Fig.4 Degradation curves of target pollutants at different concentration

2.3 降解菌群生物强化性能(NPEO唯一碳源)

生物强化旨在通过向活性污泥中添加一定量的高效降解菌，以提高污泥的降解性能.如图5所示，在降解10 mg/L NPEO的过程中，AS组的水样雌激素活性在整个试验周期内缓慢升高，到140 h时雌激素活性从0升至 1.91 ng/L(以雌二醇计)；
相比之下，AS+NPEB组的雌激素活性在24 h内迅速升至峰值〔4.26 ng/L(以雌二醇计)〕，并随后开始缓慢降低，到136 h时雌激素活性降至0.44 ng/L(以雌二醇计)；
NPEB组的雌激素活性升高速率与AS+NPEB组相近，但在达到峰值后便持续保持高水平，未出现明显下降趋势；
AS+NPB组的雌激素活性在前期略有升高，后逐渐降低，在整个试验周期内始终保持极低水平；
NPB组的雌激素活性在40 h内迅速升至0.79 ng/L(以雌二醇计)，随后迅速降低，到136 h时降至最低；
而AS+NPEB+NPB组的雌激素活性在24 h内缓慢升至2.77 ng/L(以雌二醇计)，随后又缓慢降低，到68 h时降至最低.通过各组的NPEO变化曲线可以看出，单独活性污泥对NPEO具有较低的降解性能，24 h时NPEO的去除率为41.87%，140 h时NPEO的去除率为89.44%；
而NPEB的降解性能最高，24 h时的去除率为98.66%；
添加NPEB后活性污泥的降解性能有了明显提升，24 h时的去除率为88.31%；
NPB的降解性能有限，在24 h前的降解速率甚至低于AS组，但40 h后的去除率高于AS组；
添加了NPB的活性污泥降解性能也有所提升，但不及AS+NPEB组，24 h的去除率为60.09%；
AS+NPEB+NPB组的降解性能与AS+NPEB组无明显差异.

图5 不同强化组合下水样雌激素活性及NPEO浓度的变化曲线Fig.5 Estrogenicity changing curves and NPEO degradation curves in different bioaugmentation groups

从各组雌激素活性变化及NPEO降解性能对比可以看出，由于NPEB具有极高的NPEO降解活性，NPEB强化应用可以显著促进活性污泥体系中NPEO向NP的转化，从而使水样雌激素活性迅速升至最高点，但NPEB不能有效地进一步降解NP，因此雌激素活性下降主要依赖于污泥本身对NP的降解，即便如此，NPEB的强化应用也可有效缩短活性污泥体系雌激素活性的变化周期.由于NPB对NPEO和NP均具有降解功能，在降解NPEO过程中，可将由NPEO生成的NP迅速降解，避免NP累积，使得雌激素活性始终处于极低水平.NPB强化应用可以同时促进活性污泥体系中NPEO向NP转化以及NP的进一步降解转化进程，进而缩短雌激素活性变化周期，但由于NPB的NPEO降解性能不及NPEB，使得雌激素活性升至峰值的用时长于NPEB强化体系，导致最终的雌激素活性变化周期与NPEB强化体系相当，但其优势是能够将体系的雌激素活性维持在较低水平.NPEB和NPB同时强化应用则可以集二者的优点，大幅缩短水样雌激素活性变化周期，同时使其维持在较低水平.

1 mg/L NPEO浓度下各组的雌激素活性变化及NPEO降解特性与10 mg/L NPEO结果相似.如图6所示，NPEB降解菌的添加能够促进污泥对NPEO的降解，而NPB降解菌的添加能够抑制体系中NP的大量累积，从而使雌激素活性维持在较低水平，且二者都能缩短体系中毒性生成所用的时间.这一结果表明，该研究富集得到的降解菌能够在较低污染物浓度下实现NPEO强化降解及雌激素活性的强化削减，具有一定的浓度适应性.

图6 不同强化组合下水样雌激素活性及NPEO浓度的变化曲线Fig.6 Estrogenicity changing curves and NPEO degradation curves in different bioaugmentation groups

2.4 降解菌群生物强化性能(NPEO与外加葡萄糖碳源共存)

虽然NPEB和NPB是由NPEO和NP作为唯一碳源筛选得到，但在实际废水中，额外碳源的存在可能对NPEB和NPB的降解性能产生影响，因此，在研究生物强化降解NPEO时有必要考察外加碳源存在情况下的强化性能[27].

如图7所示，当10 mg/L NPEO和1 000 mg/L葡萄糖共存时，AS组和AS+NPB组的雌激素活性升高速度比较缓慢，到168 h时雌激素活性到达最高值〔2.51 ng/L(以雌二醇计)〕，并且这一强度维持到了192 h，随后开始回落；
相比之下，AS+NPEB+NPB组和AS+NPEB组雌激素活性升高的速度较快，到96 h时雌激素活性均到达最高值〔分别为3.05和2.91 ng/L(以雌二醇计)〕，之后便缓慢回落，到168 h时雌激素活性均低于AS组和AS+NPB组.NPEB组由于具有NPEO的高效降解性，雌激素活性在48 h升至最高值，之后便始终保持在这一水平，这主要是因为NPEB不具备有效降解NP的能力.与其他各组不同，NPB组的雌激素效应没有发生变化，从NPEO的变化曲线可以看出，NPB组的NPEO没有发生明显降解.

图7 不同强化组合下水样雌激素活性及NPEO浓度的变化曲线Fig.7 Estrogenicity changing curves and NPEO degradation curves in different bioaugmentation groups

通过各组对比可以发现，AS+NPEB组与AS+NPB+NPEB组的雌激素效应变化趋势相同，其毒性最高点出现时间为96 h以后，并且在达到毒性峰值后便立即开始下降，并没有像AS组和AS+NPB组那样到达毒性峰值的时间点相对滞后，说明存在于这两个体系中的NPEB在葡萄糖存在条件下仍能够将NPEO迅速降解为高毒产物并促进活性污泥进行下一步的降解.相比之下，当简单碳源葡萄糖存在时，NPB则会对NPEO和NP失去降解性能，通过对比AS组和AS+NPB组的试验结果也可以得出这一结论.

在外加葡萄糖碳源下，各组对1 mg/L NPEO的强化降解结果与10 mg/L NPEO时类似.如图8所示，AS组和AS+NPB组的雌激素活性升高速度比较缓慢，到168 h时到达最高值，然后缓慢回落；
相比之下，AS+NPEB+NPB组和AS+NPEB组雌激素活性升高的速度较快，到48 h时雌激素活性到达最高值〔0.30 ng/L(以雌二醇计)〕；
之后回落，到96 h雌激素活性低于AS组和AS+NPB组.NPB的降解效果受到了抑制，而NPEB组由于具有高效NPEO降解性能，雌激素活性在48 h升至最高值之后，就保持在这一水平，从而将NPEO降解过程中雌激素活性升高的时间点提前.在10 mg/L和1 mg/L NPEO体系中，该时间点分别提前至为72和48 h.

图8 不同强化组合下水样雌激素活性及NPEO浓度的变化曲线Fig.8 Estrogenicity changing curves and NPEO degradation curves in different bioaugmentation groups

Wang等[28]利用NP降解菌研究了外加碳源情况下的底物降解情况，发现当外加葡萄糖浓度为10 mg/L时，对20 mg/L NP的降解不会产生影响，但当葡萄糖浓度升至20 mg/L时，NP的降解就会受到明显抑制，说明当外加易用碳源达到一定浓度后便会对NP降解菌的降解性能产生影响.在该试验中，外加葡萄糖浓度为1 000 mg/L，显著高于NPEO降解过程中产生的NP的浓度，使得NPB对NP的进一步降解受到抑制.有研究[29]表明，当环境中有多种碳源共同存在时，微生物会选择性地利用优势的易降解性碳源，并抑制对非优势的有毒难降解碳源的代谢，这种现象称为碳代谢物抑制(carbon catabolite repression, CCR).该研究中高浓度葡萄糖的存在能显著抑制降解菌群对内分泌干扰毒性强化削减的性能，表明相对于毒性物质，葡萄糖可能是功能菌群的优势碳源.

a) 以NPEO和NP为唯一碳源驯化富集活性污泥可获得相应的降解菌群，在此过程中，NPEO和NP的选择压力分别使得Pseudomonas和Sphingobium等降解菌演替成为群落中的优势菌属.

b) 降解菌群在单独或组合投加时均能显著提升活性污泥对NPEO的降解能力，缩短水样雌激素活性的变化周期，表明以NPEO降解为NP以及NP进一步降解过程为靶点投加高效降解菌群的方式，具有强化控制由NPEO引起的内分泌干扰毒性的潜力.

c) 当降解体系中存在高浓度易用碳源(如葡萄糖)时，会显著影响降解菌群的强化效果，尤其对NPB具有显著抑制，尽管如此，投加NPEB仍能明显提升活性污泥对NPEO的降解和控毒性能.

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